Pasos estándar para buscar ayuda con el "método de conteo en placa"1 Método de operación: tomar 25 g (o 25 ml) de la muestra de prueba de forma aséptica y colocarla en 225 ml de solución salina fisiológica esterilizada u otro diluyente. (Coloque una cantidad adecuada de perlas de vidrio en la botella en una botella de vidrio esterilizada o en un mortero esterilizado, agite o muela bien para obtener una dilución uniforme de 1:10. Después de agregar el diluyente, es mejor colocar la muestra sólida en un homogeneizador de esterilización y procesarla a una velocidad de 8000~10000 r/min durante 1 minuto para obtener una dilución uniforme de 1:10. Utilice una pipeta estéril de 1 ml para absorber la dilución 1:10, inyéctela lentamente a lo largo de la pared del tubo en un tubo de ensayo que contenga 9 ml de solución salina esterilizada u otros diluyentes, agite el tubo de ensayo para mezclar y haga una dilución 1:100. Tome otra pajita estéril de 1 ml y realice una dilución incremental de 10 veces según la secuencia de operación anterior, de modo que se utilice una pajita estéril para cada dilución incremental. 2. Operación aséptica: Se debe aplicar el concepto de "operación aséptica" durante la cirugía. El material de vidrio utilizado debe estar completamente esterilizado y no pueden quedar bacterias ni sustancias antibacterianas. También se deben esterilizar los instrumentos utilizados como tijeras y pinzas. Si la muestra está empaquetada, limpie la apertura del paquete con etanol al 75% y luego tome la muestra. Las operaciones deben realizarse en un banco de trabajo limpio y desinfectado o en una habitación estéril. Las placas de agar se exponen en la mesa de trabajo durante 15 minutos, con no más de 15 colonias por placa. 3. Representatividad del muestreo: Si se trata de una muestra sólida, no se debe concentrar el muestreo, sino tomar algunas muestras más. Las muestras sólidas deben homogeneizarse o molerse y las muestras líquidas deben agitarse para obtener un diluyente uniforme. 4. Error de dilución de la muestra: para reducir el error de dilución de la muestra, cada dilución debe agitarse completamente para que sea uniforme durante el proceso de dilución en serie y se debe reemplazar la pipeta para cada dilución. Al realizar diluciones en serie, el líquido de la pipeta debe fluir a lo largo de la pared de la pipeta y la punta de la pipeta no debe extenderse hacia el diluyente para evitar que la solución adherida al exterior de la pipeta se disuelva en él. Para reducir los errores de dilución, tome 10 ml de solución de dilución para el estándar SN e inyéctelos en 90 ml de solución tampón. 5. Diluyente: el diluyente de la muestra es principalmente solución salina fisiológica esterilizada, y algunos usan tampón fosfato (o agua con peptona al 0,1%), que tiene un cierto efecto protector sobre las células bacterianas dañadas en los alimentos. Se puede utilizar agua destilada esterilizada para diluir alimentos con alto contenido de sal (como la salsa de soja). 1. Método de operación: De acuerdo con los requisitos estándar o la estimación de la situación de contaminación, seleccione de 2 a 3 diluciones apropiadas respectivamente y realice una dilución incremental de 10 veces al mismo tiempo. Transfiera 1 ml del diluyente a una pajita esterilizada que absorba. los platos del diluyente, haciendo dos platos para cada dilución. Vierta el medio de agar nutritivo enfriado a 46 °C en una placa de Petri de aproximadamente 65438 ± 05 ml, gire la placa de Petri y mezcle uniformemente. Al mismo tiempo, vierta el medio de agar nutritivo en una placa estéril y agregue 1 ml de diluyente (sin muestra) como control en blanco. Después de que el agar se solidifique, dé la vuelta a la placa y colóquela en una incubadora a 36±65438±0°C durante 48±2 horas. Saque y cuente el número de colonias en la placa, multiplíquelo por el factor de dilución para obtener el número. de colonias contenidas en cada gramo (ml) de muestra total. 2. El medio de cultivo utilizado para la perfusión debe incubarse en un baño de agua a 46°C. Si la temperatura es demasiado alta, afectará el crecimiento de bacterias. Si la temperatura es demasiado baja, el agar se condensará fácilmente y no podrá mezclarse completamente con el líquido bacteriano. Si no tienes baño maría, es mejor sentir el calor que usarlo en la piel. La cantidad de medio de vertido varía, oscilando entre 12 y 20 ml, siendo generalmente apropiados 15 ml. Una tabla demasiado gruesa afectará la observación y una tabla demasiado delgada se secará fácilmente. Al verter, si hay sedimento en el fondo del medio de cultivo, se debe desechar el fondo para evitar confusión con colonias bacterianas y afectar las observaciones del conteo. 3. Para que las colonias en la placa se distribuyan uniformemente, después de agregar la solución de prueba en la placa, vierta el medio de cultivo lo antes posible y gírelo para mezclar uniformemente. Puede girar hacia adelante y hacia atrás. El tiempo necesario para diluir la muestra de prueba en la placa final no debe exceder los 20 minutos para evitar la muerte o proliferación bacteriana. . 4. La temperatura de reproducción es generalmente de 37°C (la temperatura de reproducción de los productos acuáticos es generalmente de 30°C debido a la baja temperatura del agua en su entorno de vida). El tiempo de cultivo es generalmente de 48 horas y algunos métodos solo requieren 24 horas de cultivo para contar. La incubadora debe mantener una cierta humedad. Después de 48 horas de incubación en la placa de agar, la pérdida de peso del medio de cultivo no debe exceder el 65438±05%. 5. Para evitar confusión entre pequeñas partículas de los alimentos o impurezas del medio de cultivo y colonias bacterianas difíciles de distinguir. Al mismo tiempo, el diluyente y el medio agar se pueden mezclar para formar una placa plana y colocarse en un ambiente a 4°C sin cultivo, para realizar una observación de control durante el recuento. En algunos casos, para evitar que las partículas de alimentos se confundan con colonias bacterianas, se puede agregar cloruro de trifeniltetrazolio (TTC) al agar nutritivo. Después del cultivo, las colonias se volverán rojas y serán fáciles de separar. 1. Método de operación: Transcurrido el tiempo de incubación, contar el número de colonias en cada placa.
Puede observarse a simple vista y comprobarse con lupa si es necesario para evitar omisiones. Después de registrar el número total de colonias en cada placa, calcule el número promedio de colonias en cada placa con la misma dilución, calcule el número de colonias por gramo (o ml) de la muestra original e infórmelo. 2. Cuando se alcance el tiempo de cultivo especificado, cuente inmediatamente. Si no se puede realizar el recuento inmediatamente, se debe colocar a 0-4°C durante no más de 24 horas. 3. Al contar, debe elegir una placa con un recuento de colonias entre 30 y 300 (el estándar SN requiere de 25 a 250 colonias). Si hay dos diluciones entre 30 y 300, se debe medir según el método estándar nacional. Si la relación es menor o igual a 2, se toma el promedio. Si el ratio es mayor que 2, se reporta el número menor (algunas regulaciones no consideran el ratio y todos se reportan como el promedio). 4. Si todas las diluciones están fuera del rango de conteo. Si ambos son superiores a 300, el número promedio de colonias en la dilución más alta se multiplica por el factor de dilución y se informa. Si ambos son menos de 30, multiplique el número promedio de colonias en la dilución más baja por el factor de dilución. Si el recuento de colonias es mayor que 300 y menor que 30, pero no entre 30 y 300, se debe informar multiplicando el número promedio de colonias más cercano a 300 o 30 por el factor de dilución. Si no hay crecimiento de colonias en ninguna de las diluciones, se debe informar que es menos de 1 vez el factor de dilución mínimo. Algunas regulaciones informan recuentos de colonias calculados en las situaciones anteriores basándose en estimaciones. 5. El número de colonias en diferentes diluciones debe ser inversamente proporcional al múltiplo de dilución (el número de colonias en dos placas con la misma dilución debe ser básicamente cercano), es decir, cuanto mayor sea el múltiplo de dilución, menor será el número de colonias. , y cuanto menor sea el múltiplo de dilución, mayor será el número de colonias. Si ocurre un fenómeno inverso, debe considerarse un error en la inspección (algunos alimentos a veces pueden presentar fenómenos inversos, como bebidas ácidas, etc.) y no debe usarse como base para los informes de recuento de muestras. 6. Cuando hay colonias en forma de cadena creciendo en la placa, si no hay un límite obvio entre las colonias en forma de cadena, se debe contar como una colonia. Si hay varias hebras de diferentes fuentes, cada hebra debe contarse como una colonia. No cuente cada colonia que crece en la cadena individualmente. Este tipo de placa generalmente no es adecuada si crecen colonias escamosas. Si las colonias en escamas ocupan menos de la mitad de la placa y la otra mitad está distribuida uniformemente, el número de colonias en la mitad de la placa se puede multiplicar por 2 para representar el número de colonias en toda la placa. 7. Cuando hay demasiadas colonias en la placa de recuento (es decir, todas las diluciones son mayores a 300), pero la distribución es muy pareja, cuente en media placa o 1/4. Luego multiplique por el factor de dilución correspondiente para obtener el número de colonias en la placa. 8. De acuerdo con el método estándar nacional, cuando el número de colonias se reporta entre 1 y 100, se debe reportar como números reales; cuando sea mayor que 100, se deben reportar los dos primeros dígitos significativos y el tercer dígito; ser redondeado. Las muestras médicas sólidas se expresan en gramos (g), las muestras médicas líquidas se expresan en mililitros (ml) y las manchas de superficie se expresan en centímetros cuadrados (cm).